MOCS3

引言你以为RNA只是传递遗传信息的“信使”？太简单了！细胞内的RNA远比我们想象的更加复杂而动态。它们身上布满了各种化学修饰，就像隐藏的“暗号”或“指令”，精密地调控着基因的表达。在这张神秘的“RNA表观转录组图谱”（RNA Epitranscriptomics）上，“N⁶-甲基腺苷”（N⁶-methyladenosine, 简称 m⁶A）无疑是最受瞩目的标记之一。它被发现与mRNA的命运息息相关，尤其是加速mRNA的衰变——简单来说，带有m⁶A的信使分子似乎活不长。然而，一个令人困惑的“罗生门”出现了：如果mRNA带着加速降解的标记，它怎么来得及被细胞的“翻译机器”——核糖体读取并合成蛋白质呢？特别是当m⁶A出现在指导蛋白质合成的“编码序列”（Coding Sequence, CDS）里时，这个矛盾似乎更加突出。难道m⁶A是基因表达的“自毁开关”？核糖体是如何理解并应对这个标记的？4月30日发表在《Cell》上的一项重磅研究“tRNA modifications tune m⁶A-dependent mRNA decay”，揭开了这个谜团的惊人真相。研究人员发现，m⁶A对mRNA衰变的影响并非孤立存在，它竟然与另一种RNA分子——转运RNA（tRNA）上的特定化学修饰“握手”合作！这项研究精确地揭示，m⁶A在mRNA的编码序列中会成为核糖体的“减速带”，降低翻译效率，而tRNA上的一种特殊修饰“5-甲氧基羰基甲基-2-硫代尿苷”（mcm⁵s²U）则能像“助推器”一样，巧妙地缓解这种“减速”效应。这场mRNA与tRNA修饰之间的“双簧戏”，共同构成了调控特定mRNA（特别是那些编码关键信号通路的mRNA）命运的精妙开关。更令人警醒的是，研究发现，这套系统的失衡，竟然与人类健康，尤其是肿瘤的发生和侵袭性紧密相关！细胞如何通过协调不同类型RNA上的化学标记，来决定一个信使分子的生死？这种全新的泛表观转录组学相互作用，又将如何改写我们对基因表达调控和癌症机制的理解？m⁶A的“神秘”位置：为何有的加速衰变，有的却稳定mRNA？以往的研究发现，m⁶A修饰并非随机分布，它倾向于出现在mRNA的编码序列（Coding Sequence, 简称CDS）内部以及接近终止密码子（Stop Codon）的区域。但这种分布模式具体如何影响mRNA功能，我们并不完全清楚。为了弄清楚m⁶A的位置效应，研究人员首先利用高分辨率的m⁶A图谱技术（miCLIP）在人HEK293T细胞中绘制了m⁶A的精确位置地图。通过将m⁶A位点明确划分到mRNA的不同区域（5'UTR, CDS, 3'UTR），他们发现：那些mRNAs，如果它们的m⁶A位点仅位于3'UTR，它们的平均衰变速率并没有比没有m⁶A的mRNA更快，甚至在某些情况下，它们的稳定性略有增加。在人类细胞中，没有m⁶A的mRNA平均半衰期约7小时，而m⁶A仅在3'UTR的mRNA半衰期略长于7小时。然而，如果mRNAs的m⁶A位点位于编码序列（CDS）内部，这些mRNAs的平均衰变速率则显著提高。在人类细胞中，m⁶A位于CDS的mRNA平均半衰期显著短于7小时，而在小鼠胚胎干细胞（mESCs）中也观察到了类似的模式。这表明，m⁶A对mRNA衰变的影响并非一概而论，其位置至关重要。位于CDS的m⁶A才是加速mRNA衰变的主要“推手”。进一步分析发现，高度不稳定的mRNA在CDS中富集了m⁶A，而稳定的mRNA的CDS区域m⁶A含量较低。这与m⁶A的“元基因”（metagene）分布模式相吻合，表明m⁶A在CDS区域的富集与mRNA的快速衰变密切相关。为了在受控条件下验证这一结论，研究人员构建了一系列报告基因（Reporter Gene）。这些报告基因表达的mRNA经过精心设计，不含天然的m⁶A修饰位点，但在特定位置引入了可被甲基化的DRACH序列（m⁶A的识别基序）。他们构建了三种主要的报告mRNA：一种不含可甲基化位点作为对照；一种在CDS的末端（紧邻3'UTR之前）插入DRACH序列；另一种在3'UTR的起始位置插入DRACH序列。当将这些报告基因转染到HEK293T细胞中，并阻断转录后，研究人员监测了报告mRNA的衰变速率。结果发现：含有CDS m⁶A的报告mRNA的衰变速度最快，半衰期约为2.3小时（使用Actinomycin D阻断转录）或7小时（使用Triptolide阻断转录）。对照报告mRNA（无m⁶A）的半衰期约为7小时（Actinomycin D）或19小时（Triptolide），比CDS m⁶A报告mRNA稳定得多。含有3'UTR m⁶A的报告mRNA的半衰期约为3.4小时（Actinomycin D）或330小时（Triptolide），其稳定性介于前两者之间，且在Triptolide处理下甚至比无m⁶A报告mRNA更稳定（虽然Actinomycin D处理下略快，这可能与阻断机制差异有关）。为了确认这种差异是由m⁶A修饰本身引起的，研究人员使用了METTL3抑制剂STM2457（METTL3是主要的m⁶A甲基转移酶）。STM2457处理后：CDS m⁶A报告mRNA的衰变速度显著减慢，半衰期从7小时增加到5.9小时（Triptolide），变得与无m⁶A对照报告mRNA的6小时半衰期相似。3'UTR m⁶A报告mRNA在STM2457处理后显示出稳定性增加，这与之前观察到的m⁶A在3'UTR的稳定作用一致。这些实验有力地证明，m⁶A在编码序列（CDS）中的存在是导致mRNA快速衰变的关键因素。翻译机器的“秘密”：mRNA衰变与核糖体的速度之舞为什么m⁶A在CDS会加速mRNA衰变呢？研究人员推测，这可能与mRNA的翻译过程紧密相关。核糖体是负责将mRNA序列翻译成蛋白质的“机器”，它们沿着CDS前进。如果CDS上的m⁶A影响了核糖体的运动速度，这或许会引发下游的衰变机制。为了验证翻译是否是m⁶A介导的mRNA衰变所必需的，研究人员使用了翻译抑制剂（如cycloheximide和emetine）处理了表达报告基因的HEK293T细胞。结果显示：无论是使用cycloheximide还是emetine，含有CDS m⁶A的报告mRNA的衰变速度都显著减慢，其稳定性大大提高。这强烈支持CDS m⁶A介导的衰变是翻译依赖性的。其他报告mRNA（无m⁶A或3'UTR m⁶A）的稳定性也有所提高，但效果不如CDS m⁶A报告mRNA那样显著和一致。随后，研究人员将目光转向了内源性（细胞自身）的m⁶A靶mRNA。他们分析了在emetine处理的小鼠胚胎干细胞中，内源性mRNAs的衰变速率。结果发现：与未处理的细胞相比，在emetine处理的细胞中，CDS区域含有m⁶A的mRNA的稳定性提高最多，其稳定性与不含m⁶A的mRNA相当。进一步对人HEK293T细胞的数据分析也发现，mRNA的m⁶A水平（特别是CDS中的m⁶A）与其在emetine处理后的稳定性高度相关，相关系数平方（R²）约为0.66，显示出很强的线性关系。虽然单个mRNA的稳定性变化可能不大，但这种关联在转录组水平上普遍存在，超过20%的基因表现出超过20%的稳定性提高。这些结果表明，m⁶A介导的mRNA衰变严重依赖于mRNA的翻译过程。这提出了一个重要的假说：CDS中的m⁶A可能通过影响核糖体的翻译速度来调控mRNA的衰变。m⁶A如何“绊倒”核糖体：解码效率的微调如果翻译是关键，那么m⁶A具体是如何影响核糖体的呢？一种可能性是，m⁶A修饰的密码子在核糖体翻译过程中被“低效”解码，导致核糖体速度减慢，甚至“暂停”。我们知道，低效的密码子（Non-optimal codons）会减慢翻译速度，并且与mRNA半衰期缩短有关。早期体外实验也显示，m⁶A可以干扰细菌核糖体对tRNA的识别。为了在活细胞中验证这一假说，研究人员结合了m⁶A高分辨率图谱和核糖体分析技术（Ribosome Profiling）。核糖体分析可以捕捉mRNA上被核糖体保护的片段，从而揭示核糖体在mRNA上的位置和密度。核糖体停留在某个密码子上的时间越长，该密码子的A位点（Aminoacyl-tRNA binding site）的覆盖度就越高，这通常意味着该密码子正在被低效解码。研究人员首先在HEK293T细胞中鉴定了被m⁶A修饰的密码子，并进行了核糖体分析。为了排除不同mRNA之间密码子使用频率差异带来的偏差，他们采取了严格的对照策略：对于每一个m⁶A修饰的密码子，都找到了同一mRNA中最近的、未被m⁶A修饰的同类型密码子进行比较。比较结果显示：与未被修饰的同类型密码子相比，m⁶A修饰的密码子在核糖体A位点的覆盖度显著更高，表明这些密码子在活细胞中确实被低效解码了。这种低效解码效应并非由m⁶A结合蛋白引起，通过分析核糖体在m⁶A位点附近的阅读框偏移，研究人员确认核糖体是停留在m⁶A所在的密码子上，而不是在其他位置，这符合解码效率降低的模式。为了进一步确认这种低效解码是m⁶A本身造成的，研究人员使用了METTL3抑制剂STM2457处理HEK293T细胞，抑制m⁶A的形成，并再次进行核糖体分析。结果令人惊叹：在STM2457处理后，原本被m⁶A修饰的密码子在核糖体A位点的覆盖度显著降低，回到了未修饰密码子的基线水平。此外，通过计算单个密码子的m⁶A化学计量度（即该密码子被m⁶A修饰的比例），研究人员发现在未处理的细胞中，m⁶A化学计量度与密码子A位点覆盖度之间存在强烈的正相关关系（R²约为0.66）。而在STM2457处理的细胞中，这种相关性几乎完全消失（R²小于0.01）。这些数据有力地证明，m⁶A修饰确实会降低哺乳动物核糖体对密码子的解码效率，导致核糖体在含有m⁶A的密码子处减速。“密码”不是铁板一块：m⁶A对不同密码子的区别对待m⁶A的识别基序通常是DRACH序列，它可以存在于九种不同的有义密码子（Sense Codons）中。研究人员进一步探究了这九种可被甲基化的密码子是否受到m⁶A的同等影响。他们分析了这些密码子在被m⁶A修饰后的A位点覆盖度。结果发现：在这九种密码子中，有八种在被m⁶A修饰后，其A位点覆盖度都有所增加，表明普遍存在低效解码现象。然而，不同密码子受到的影响程度差异巨大。例如，GGA密码子即使被甲基化，其A位点覆盖度变化很小；而GAA密码子即使未甲基化时覆盖度已较高，被m⁶A修饰后覆盖度进一步显著增加。这种差异是为什么呢？研究人员推测这可能与密码子-反密码子（Codon-Anticodon）相互作用的强度有关。GGA密码子与tRNA的反密码子通过沃森-克里克（Watson-Crick）碱基配对形成三个氢键，是一种固有强相互作用的密码子。而GAA密码子形成一个G-C碱基对，相互作用强度中等。看起来，m⁶A对密码子的影响程度，与其固有的密码子-反密码子相互作用强度有关，对于相互作用中等强度的密码子，m⁶A的“减速”效应更为明显。在STM2457处理后，这些密码子（特别是那些对m⁶A敏感的）的A位点覆盖度增加效应几乎完全逆转，再次确认这是m⁶A本身的作用。因此，m⁶A对不同密码子的解码效率影响是存在差异的，这种差异性取决于密码子-反密码子相互作用的强度。tRNA的“救援”：mcm⁵s²U如何解除m⁶A的“减速”魔咒？我们知道，tRNA上的化学修饰会影响其对mRNA密码子的解码效率。研究人员注意到，m⁶A位于密码子的第三位（即“摆动”位置，Wobble Position）时，引起的核糖体暂停效应比m⁶A位于前两位时更强。而沃森-克里克碱基配对规律允许反密码子的第三位（U34）与密码子的第三位（“摆动”碱基）进行非沃森-克里克配对。恰好，某些tRNA在U34位点含有修饰“5-甲氧基羰基甲基-2-硫代尿苷”（5-methoxycarbonylmethyl-2-thiouridine, 简称 mcm⁵s²U）。mcm⁵s²U修饰已知可以提高解码效率。这让研究人员产生了一个大胆的猜想：tRNA上的 mcm⁵s²U修饰，是否能够“救援”或缓解m⁶A修饰密码子的低效解码？为了验证这一猜想，研究人员构建了敲除ELP1或CTU2基因的HEK293T细胞系。ELP1和CTU2是mcm⁵s²U生物合成途径中的关键酶。敲除这些基因会导致tRNA缺乏mcm⁵s²U修饰。他们确认了敲除细胞系中tRNA缺乏mcm⁵s²U修饰，并再次进行了核糖体分析。他们特别关注了那些既能被m⁶A修饰，又被含有mcm⁵s²U的tRNA解码的密码子，例如AAA、AGA和GAA。对这些密码子在野生型（WT）细胞以及ELP1 KO和CTU2 KO细胞中的A位点覆盖度进行分析后发现：在缺乏mcm⁵s²U修饰的ELP1 KO和CTU2 KO细胞中，m⁶A化学计量度与这些密码子的A位点覆盖度之间的相关性显著增强。特别是对于AGA密码子，在野生型细胞中m⁶A对其影响不大，但在缺乏mcm⁵s²U的细胞中，m⁶A导致了强烈的核糖体暂停。这表明AGA密码子对mcm⁵s²U的缺乏特别敏感。这种现象在STM2457处理的细胞中被逆转，再次确认这是m⁶A与mcm⁵s²U相互作用的结果。这些结果表明，m⁶A和mcm⁵s²U这两种在不同RNA分子上的修饰，在翻译核糖体的A位点上存在功能性相互作用，mcm⁵s²U能够缓解m⁶A对密码子解码效率的降低作用。低效解码往往会导致核糖体“碰撞”（Ribosome Collisions），即一个核糖体在前面慢速或暂停时，后面的核糖体赶上来发生碰撞。核糖体碰撞被认为是激活mRNA衰变机制（如无停顿衰变No-Go Decay）的信号。研究人员也检测了在不同细胞系中m⁶A修饰密码子处的核糖体碰撞情况：在野生型细胞中，AGA和GAA等对m⁶A敏感的密码子处检测到了核糖体碰撞。这种碰撞在STM2457处理后减少，确认是由m⁶A引起的。更重要的是，在缺乏mcm⁵s²U的细胞中，AGA和GAA密码子处的核糖体碰撞显著增加。这些数据绘制出了一幅清晰的图景：m⁶A修饰导致核糖体减速，特别是当tRNA缺乏mcm⁵s²U“救援”时，减速更加严重，从而引发核糖体碰撞。这些局部的核糖体碰撞可能就是生理性的mRNA衰变信号。双重调控的“管家”：mcm⁵s²U/m⁶A系统如何管理重要mRNA的命运既然mcm⁵s²U能够对抗m⁶A引起的低效解码，那么它是否也能影响m⁶A介导的mRNA衰变呢？研究人员回到了报告基因实验。他们构建了一个报告基因，其CDS中的DRACH位点包含一个AGA密码子。如前所述，AGA密码子的解码需要完整的mcm⁵s²U修饰，且对mcm⁵s²U缺乏非常敏感。将这个含有AGA密码子的报告基因转染到野生型、ELP1 KO和CTU2 KO细胞中后，研究人员检测了报告mRNA的衰变速率：在ELP1 KO和CTU2 KO细胞中，报告mRNA的半衰期都比野生型细胞中缩短了，衰变速度加快。这种加速衰变是由m⁶A驱动的，因为STM2457处理可以稳定报告mRNA。这表明，缺乏mcm⁵s²U确实会加速m⁶A修饰mRNA的衰变。为了在全转录组水平上验证这一发现，研究人员使用了SLAM-seq技术测量了mcm⁵s²U缺陷细胞中细胞内源性mRNAs的衰变速率。SLAM-seq可以通过标记新合成的RNA来区分新旧mRNA，从而更精确地测量衰变速率。结果显示，在ELP1 KO和CTU2 KO细胞中，m⁶A修饰的mRNA的衰变确实加速了。这证明mcm⁵s²U对m⁶A介导的内源性mRNA衰变具有抑制或缓解作用。缺乏mcm⁵s²U会增强m⁶A的“破坏力”。这两种RNA修饰之间的相互作用，构成了一个全新的mRNA衰变调控机制。研究人员称之为“泛表观转录组学”（Pan-epitranscriptomic）调控系统。这个系统就像一个“管家”，协同管理着细胞内功能相关的mRNA“调控子”（Regulons）的命运。那么，这个“管家”系统具体调控哪些重要的mRNA呢？研究人员分析了受mcm⁵s²U/m⁶A系统调控的mRNA在癌细胞标志性通路（Cancer Hallmark Pathways）中的富集情况。结果揭示了一个显著的差异：负责细胞“内务管理”（Housekeeping）功能的代谢通路相关的mRNAs通常稳定，且CDS中的m⁶A含量较低。然而，编码信号通路关键组分的mRNAs则含有高水平的m⁶A，且衰变速度快。这些富含m⁶A、快速衰变的信号通路mRNAs在emetine处理后稳定性显著提高，再次确认其衰变是翻译依赖的。更重要的是，这些高度修饰、不稳定的信号通路mRNAs在缺乏mcm⁵s²U的细胞中衰变速度进一步加快。这意味着，m⁶A通过耦合翻译与快速衰变，来精确控制关键信号通路的表达。而mcm⁵s²U则像一个“许可”（Licensing）机制，通过缓解m⁶A的负面影响，确保这些重要信号通路mRNA能够获得更持续的表达，不至于过快被降解。这个mcm⁵s²U/m⁶A平衡系统，实际上是在微调这些紧密调控信号通路的mRNA的“寿命”。当RNA修饰失衡，疾病“趁虚而入”：mcm⁵s²U/m⁶A与癌症mcm⁵s²U/m⁶A系统调控着信号通路mRNA的命运，而信号通路的异常是癌症的标志。早期研究已经表明，m⁶A促进多能性因子mRNA衰变，帮助干细胞分化；而mcm⁵s²U则支持多能性因子表达，维持干细胞状态。持续表达多能性基因和致癌信号通路与肿瘤干性（Tumor Stemness）密切相关。这些都暗示mcm⁵s²U/m⁶A系统可能在癌症中发挥作用。研究人员分析了正常人体组织中mcm⁵s²U和m⁶A生物合成相关基因的表达水平，发现mcm⁵s²U生物合成基因相对于m⁶A生物合成基因的表达比例与组织的干性程度相关。更有趣的是，对TCGA（癌症基因组图谱）泛癌数据集的分析显示：与正常组织相比，多种肿瘤样本中都观察到mcm⁵s²U与m⁶A生物合成相关基因表达比例的失衡，具体表现为mcm⁵s²U相关基因表达相对于m⁶A相关基因升高。这种mcm⁵s²U/m⁶A比例的失衡（偏向mcm⁵s²U）与肿瘤的侵袭性增加和预后不良有关。这表明，肿瘤的发生和发展可能与mcm⁵s²U/m⁶A“管家”系统的失衡有关。为了进一步评估mcm⁵s²U/m⁶A系统作为癌症生物标志物的潜力，研究人员在METABRIC乳腺癌患者队列中，计算了mcm⁵s²U和m⁶A生物合成相关基因的表达水平对患者总生存期（Overall Survival）的单变量Cox比例风险模型。结果惊人地一致：mcm⁵s²U相关因子与患者风险增加相关（风险比>1，例如，mcm⁵s²U硫化相关因子URM1、MOCS3、CTU1、CTU2的风险比分别为1.019、1.011、1.008、1.005，均大于1），这意味着这些基因的高表达预示着较差的预后。而m⁶A相关因子（如METTL3、METTL14、WTAP等）与患者风险降低相关（风险比<1，例如，METTL3、METTL14、WTAP的风险比分别为0.986、0.989、0.992，均小于1），意味着这些基因的高表达与较好的预后相关。这种与两者分子功能相反方向的关联，在独立的SCAN-B乳腺癌患者队列中也得到了验证，再次强调了mcm⁵s²U/m⁶A系统失衡与乳腺癌患者预后不良之间的联系。研究人员基于METABRIC队列的系数，构建了一个“泛表观转录组学基因表达评分”（Pan-epitranscriptomic Gene Expression Signature），用于预测患者预后。结果显示：该评分能够显著区分不同预后风险的患者群体。评分较高的患者组（代表mcm⁵s²U相关基因表达相对较高）与较差的生存率显著相关（Log-rank检验p值小于0.0001）。在不同的乳腺癌亚型中，这个评分在更具侵袭性的亚型（如Basal亚型）中显著升高。这表明，mcm⁵s²U/m⁶A平衡系统可能在多种人类癌症中发挥作用，并有望作为一个新的泛癌生物标志物，帮助评估肿瘤的侵袭性和患者预后。癌症中观察到的密码子偏好性（Codon Bias）变化，或许并非直接通过改变蛋白质合成速度起作用，而是通过调控mcm⁵s²U/m⁶A系统来影响mRNA的周转。这项开创性的研究揭示了一个全新的基因表达调控机制：mRNA上的m⁶A修饰和tRNA上的mcm⁵s²U修饰并非各自为营，它们在翻译核糖体上“相遇”，协同作用，精细地调控着细胞内重要mRNA的命运。m⁶A像是一个“减速带”，让核糖体在CDS中停顿；mcm⁵s²U则像一个“助推器”，帮助tRNA更好地解码m⁶A修饰的密码子，缓解这种停顿。两者的平衡，决定了mRNA是快速衰变（m⁶A占优，特别是在mcm⁵s²U不足时）还是相对稳定（mcm⁵s²U有效“救援”）。这个“泛表观转录组学”调控系统，尤其对那些编码关键信号通路组分的快速衰变mRNA至关重要，确保了这些通路能够在需要时被激活，又能在完成任务后迅速“关闭”，维持细胞的动态平衡。当mcm⁵s²U/m⁶A的平衡被打破，偏向mcm⁵s²U时，重要信号通路mRNA的寿命延长，可能导致信号通路过度激活，推动肿瘤的发生和发展，预示着更具侵袭性的疾病和不良预后。这项发现不仅加深了我们对RNA修饰复杂性的理解，提供了一个解释m⁶A如何与翻译偶联调控衰变的新模型，也为癌症诊断和治疗提供了新的视角。未来，深入研究这个mcm⁵s²U/m⁶A系统如何精确识别靶标mRNA、如何与其他RNA结合蛋白（如YTHDF家族蛋白）协作或并行工作，以及如何利用这一系统失衡的特性进行干预，无疑是令人兴奋的研究方向。RNA的世界远比我们想象的更加精彩和复杂！参考文献https://www.cell.com/cell/fulltext/S0092-8674(25)00415-5声明：本文仅用于分享，不代表平台立场，如涉及版权等问题，请尽快联系我们，我们第一时间更正，谢谢！往期热文：Cell | 颠覆认知！不是被动扩散，CD36介导内吞才是许多“大块头”药物入胞的秘密通道Nature Methods | mScarlet3-H：红色荧光蛋白的新一代王者！Nature Methods | 告别“平面时代”！光学显微镜如何带你看清3D细胞世界的秘密？Nature | 帕金森病新曙光！iPS细胞人体试验结果揭晓，安全有效性初显！Cell | 实时见证“基因之吻”：Oligo-LiveFISH高精度追踪增强子-启动子动态互作Nature 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引言 应激（Stress）将蛋白质组的完整性置于危险之中，热休克反应维持蛋白质稳定性是真核细胞应对这种应激的保守策略，热休克反应将多种翻译因子和非翻译mRNA分配到细胞质应激颗粒（SGs）中。液-液相分离被认为是生物分子凝聚体包括SGs形成的基础，热应激和饥饿导致细胞酸化，诱导凝聚体形成，特定的SGs成分在pH酸性条件下相分离。 泛素和泛素相关修饰因子在细胞应激反应的多个方面发挥作用，相比其他泛素相关修饰因子，泛素相关修饰因子1（Urm1）的作用仍然是个谜。Urm1作为硫载体，用于tRNA的硫化，在翻译过程中增强密码子-反密码子的配对，并在氧化应激下作为赖氨酸和丝氨酸导向的蛋白质修饰因子，通过E1样酶Uba4将硫转移到Urm1的C末端来激活，且不依赖于E2和E3酶。 Urm1修饰如何在应激条件下调控生物分子凝聚体的组成，从而介导相分离过程，还有待进一步理解。近日，来自德国马克斯普朗克生物化学研究所的Sae-Hun Park、Manajit Hayer-Hartl和F. Ulrich Hartl研究小组在Cell杂志上发表题为Stress-dependent condensate formation regulated by the ubiquitin-related modifier Urm1的研究论文，这篇文章发现在热应激或饥饿条件下，靶蛋白的Urm1修饰能够增强可逆蛋白凝聚物的形成，Uba4与Urm1相分离，可以在没有专用E2和E3酶的情况下进行局部的Urmylation（模素化）。Urmylation是一种由泛素样修饰物Urm1介导的翻译后修饰，促进靶蛋白的应激依赖性相分离，以确保应激恢恢复和细胞存活（图1）。 图1. Urm1介导的翻译后修饰(Credit: Cell) 酿酒酵母在30℃的对数期细胞中，蛋白质Urm1化程度较低，然而，在37℃-46℃的热应激（HS）条件下暴露15分钟，55 kDa以上的Urm1化蛋白质发生积累，Urm1修饰的蛋白质大部分是不溶的，而大多数泛素修饰的蛋白质仍然是可溶的。应激条件诱导了Urmylation，同时增加了Urm1的水平。 作者从细胞不溶性组分中分离了Urm1靶蛋白进行LC-MS/MS，大部分Urm1的靶标是RNA结合蛋白（RBPs），Urm1共价相互作用体包括多种SGs成分，表明一部分Urm1靶蛋白定位于SGs中。大多数在应激下被Urm1修饰的蛋白质都在不溶性组分中被检测到，包括形成细胞质或核凝聚物的多种因子。Urm1修饰赖氨酸和丝氨酸残基有利于靶向蛋白内的结构化区域。 为了观察Urm1的定位，作者表达了来自其内源性启动子的mNG-Urm1。在30℃的基础生长条件下，mNGUrm1呈弥漫性分布，在HS（15分钟，37℃-46℃）后，大多数细胞在几分钟内形成了细胞质和核mNG-Urm1病灶，随着HS的加剧，病灶的数量和大小都在增加，Urm1与靶蛋白的共价和非共价相互作用共同促进了凝聚物的形成。Urm1和Uba4在应激下都会聚集到细胞质和核，具有应激诱导的凝聚物的特性。 Urm1与未组装的核糖体蛋白和核糖体组装因子在核仁处共凝聚，HS下形成的Urm1在核内主要位于核仁周围，在细胞质内与SGs共定位，Urm1的E1样酶Uba4也积聚在SGs中。Urm1修饰通过将蛋白质分割成凝聚体，进而促进蛋白质分配到相分离的凝聚物中，这一过程由尿苷化作用辅助实现。通过模拟被尿苷化的底物，将可溶性蛋白融合到Urm1的C末端，发现Urm1-融合蛋白Urm1-20Q-GFP和Urm1-Pgk1-GFP在HS条件下能够靶向核仁凝聚物和SGs，而单独的20Q-GFP和Pgk1-GFP则呈弥漫性分布。此外，Urm1融合蛋白与多种经历应激诱导相分离的RBPs存在相互作用，Urm1的共价和非共价蛋白相互作用共同促进了凝聚物的形成，从而保护蛋白质免受降解。 应激条件会引发细胞环境的酸化，细胞内酸化是Urm1和靶蛋白有效结合所必需的。酸性pH值是Urm1自组装的重要线索，一个Urm1分子的带正电表面与相邻分子的带负电表面接触，表明存在一个用于形成凝聚物的相互作用表面。有趣的是，Uba4也表现出与Urm1相似的内在相分离能力，与pH值有关，应激引起的细胞pH下降会触发Urm1的自聚及其与靶蛋白和Urm1结合酶Uba4的相互作用，应激敏感蛋白的Urmylation促进它们积累到应激颗粒和核凝聚体中。 应激依赖的Urm1积累以及蛋白质之中Urmylation修饰的生理意义是什么？通过分析HS条件下的生长情况，发现Urm1的缺失与Pub1（多聚腺苷酸化RNA结合蛋白1）的缺失相结合时，会导致严重的生长缺陷，尤其是在高温条件下。这种缺陷并非由tRNA硫化所引起，而是与SGs的组装缺陷有关。Urm1的缺失导致SGs形成减少，这在Urm1与Pub1双缺失的细胞中更为明显。缺乏Urm1的酵母细胞表现出凝聚缺陷，应激恢复能力降低，Urm1作为一种可逆的分子“粘合剂”，在细胞应激下驱动功能关键蛋白质的保护性相分离。 图2. Urm1在凝聚物形成过程中的作用模型(Credit: Cell) 综上所述，在正常生长条件下，泛素样修饰物Urm1介导tRNA硫代化，tRNA的硫代化对于核糖体上有效的mRNA解码至关重要（图2A）。在这项研究中，作者发现在应激条件下，Urm1的功能是增强生物分子凝聚物的形成（图2B），细胞应激与细胞pH值下降有关，Urm1上调并靶向SGs和核仁，Urm1修饰的SGs蛋白包括Ola1、Hcr1、Pat1和Sup45，Urm1修饰的核仁凝聚物蛋白包括RpL/S、Rcm1、Ett1和Efg1，核仁凝聚物积累Hsp40伴侣蛋白Sis1。应激依赖性酸化会触发Urm1与E1样酶Uba4的相分离，从而使Urm1与靶蛋白结合。Urm1、Uba4和靶蛋白形成共凝聚物，其中Urm1对靶蛋白的共价修饰增强（图2C）。缺乏Urm1的细胞表现出凝聚物缺陷，应激恢复能力受损。 这篇论文做出了Urm1在应激下促进凝聚物形成的模型。然而，Urm1调节相分离的分子细节还需要更深入的工作才能了解。另外，成像实验的技术限制可能令人低估了共价修饰在Urm1生理学中相对于相分离的作用。Urm1识别并与凝聚物形成的蛋白非共价结合值得进一步研究。最后，如何逆转Urmylation的问题还需要未来的实验鉴定Deurmylase来解决。 参考文献 https://doi.org/10.1016/j.cell.2024.06.009 责编|探索君 排版|探索君 文章来源|“BioArt” End 往期精选 围观 一文读透细胞死亡(Cell Death) | 24年Cell重磅综述（长文收藏版） 热文 Cell | 是什么决定了细胞的大小？ 热文 Nature | 2024年值得关注的七项技术 热文 Nature | 自身免疫性疾病能被治愈吗？科学家们终于看到了希望 热文 CRISPR技术进化史 | 24年Cell综述